Le vescicole catanioniche sono aggregati formati da una miscela non stechiometrica di due tensioattivi di carica opposta [1,2]. Hanno struttura simile a quella delle membrane cellulari e per questo motivo potrebbero essere utilizzate come vettori di molecole biologicamente attive in tecnologie di drug delivery e transfezione, in particolar modo nella terapia genica non virale [3]. Per questo motivo è fondamentale studiare le loro interazioni che esplicano nei confronti delle macromolecole biologiche. Le vescicole sintetiche da noi studiate sono formate da una miscela di didodecildimetilammonio bromuro e sodio dodecilsolfato in rapporto 3.8:1 e ad una concentrazione totale di detergente di 4 mmol/kg. In queste condizioni è nota l’esistenza di una dispersione vescicolare stabile [4], con carica netta positiva. E’ stata utilizzata come proteina modello l’albumina di siero bovino (BSA), la cui carica, al suo pH spontaneo, è negativa. Le interazioni proteina-vescicole sono state studiate mediante misure di mobilità elettroforetica, DLS, conducibilità e dicroismo circolare. I risultati mostrano che in seguito al binding della proteina sulla superficie, le vescicole subiscono variazioni strutturali, all’aumentare della concentrazione di BSA. Le aggiunte successive di proteina determinano un aumento delle dimensioni degli aggregati. Contemporaneamente, la densità di carica superficiale diminuisce fino alla saturazione delle cariche presenti sulle vescicole, stato in cui il potenziale  misurato è pari a zero e si osservano fenomeni di flocculazione o clustering. Aggiungendo albumina oltre il limite di saturazione, la proteina in eccesso rimane principalmente libera in soluzione, come mostrano le misure di conducibilità. In accordo con le misure di dicroismo circolare, il binding dell’albumina sulla superficie delle vescicole non determina una significativa variazione della sua struttura secondaria e terziaria. Le stesse misure sono state ripetute in condizioni differenti di pH rispetto al pH spontaneo per valutare l’effetto della variazione della carica efficace della BSA sull’efficienza del binding. A pH 10, in cui la carica netta negativa della BSA aumenta, l’interazione è più forte e il limite di saturazione si ha per concentrazioni di albumina inferiori. A pH 4, invece, l’albumina ha carica netta positiva e l’interazione sembrerebbe trascurabile. I risultati ottenuti in questo lavoro mostrano l’esistenza di interazioni elettrostatiche tra proteina e vescicole che determinano la rapida formazione di complessi stabili in cui la proteina mantiene la sua struttura nativa e mettono in luce le enormi potenzialità delle vescicole catanioniche in un loro possibile impiego in nanomedicina. 1. Kaler E. W. et al., Science 245 (1989) p. 1374. 2. Yatcilla M. T. et al., J. Phys. Chem. 100 (1996) p. 5879. 3. Ulrich A. S., Biosci. Rep. 22 (2002) p. 129. 4. Marques E. F. et al., J. Phys. Chem. B 102 (1998) p. 6746.

Studio delle interazioni tra proteine e vescicole catanioniche per applicazioni nella terapia genica non virale / Pucci, Carlotta; Scipioni, Anita; LA MESA, Camillo. - STAMPA. - (2012). (Intervento presentato al convegno Nanomateriali e salute tenutosi a Roma nel 10-11 Maggio 2012).

Studio delle interazioni tra proteine e vescicole catanioniche per applicazioni nella terapia genica non virale

PUCCI, CARLOTTA;SCIPIONI, Anita;LA MESA, Camillo
2012

Abstract

Le vescicole catanioniche sono aggregati formati da una miscela non stechiometrica di due tensioattivi di carica opposta [1,2]. Hanno struttura simile a quella delle membrane cellulari e per questo motivo potrebbero essere utilizzate come vettori di molecole biologicamente attive in tecnologie di drug delivery e transfezione, in particolar modo nella terapia genica non virale [3]. Per questo motivo è fondamentale studiare le loro interazioni che esplicano nei confronti delle macromolecole biologiche. Le vescicole sintetiche da noi studiate sono formate da una miscela di didodecildimetilammonio bromuro e sodio dodecilsolfato in rapporto 3.8:1 e ad una concentrazione totale di detergente di 4 mmol/kg. In queste condizioni è nota l’esistenza di una dispersione vescicolare stabile [4], con carica netta positiva. E’ stata utilizzata come proteina modello l’albumina di siero bovino (BSA), la cui carica, al suo pH spontaneo, è negativa. Le interazioni proteina-vescicole sono state studiate mediante misure di mobilità elettroforetica, DLS, conducibilità e dicroismo circolare. I risultati mostrano che in seguito al binding della proteina sulla superficie, le vescicole subiscono variazioni strutturali, all’aumentare della concentrazione di BSA. Le aggiunte successive di proteina determinano un aumento delle dimensioni degli aggregati. Contemporaneamente, la densità di carica superficiale diminuisce fino alla saturazione delle cariche presenti sulle vescicole, stato in cui il potenziale  misurato è pari a zero e si osservano fenomeni di flocculazione o clustering. Aggiungendo albumina oltre il limite di saturazione, la proteina in eccesso rimane principalmente libera in soluzione, come mostrano le misure di conducibilità. In accordo con le misure di dicroismo circolare, il binding dell’albumina sulla superficie delle vescicole non determina una significativa variazione della sua struttura secondaria e terziaria. Le stesse misure sono state ripetute in condizioni differenti di pH rispetto al pH spontaneo per valutare l’effetto della variazione della carica efficace della BSA sull’efficienza del binding. A pH 10, in cui la carica netta negativa della BSA aumenta, l’interazione è più forte e il limite di saturazione si ha per concentrazioni di albumina inferiori. A pH 4, invece, l’albumina ha carica netta positiva e l’interazione sembrerebbe trascurabile. I risultati ottenuti in questo lavoro mostrano l’esistenza di interazioni elettrostatiche tra proteina e vescicole che determinano la rapida formazione di complessi stabili in cui la proteina mantiene la sua struttura nativa e mettono in luce le enormi potenzialità delle vescicole catanioniche in un loro possibile impiego in nanomedicina. 1. Kaler E. W. et al., Science 245 (1989) p. 1374. 2. Yatcilla M. T. et al., J. Phys. Chem. 100 (1996) p. 5879. 3. Ulrich A. S., Biosci. Rep. 22 (2002) p. 129. 4. Marques E. F. et al., J. Phys. Chem. B 102 (1998) p. 6746.
2012
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